QuantiFERON-TBGold实验是一种检测结核分枝杆菌感染的辅助体外诊断方法。该方法采用的专利技术：在人全血中检测受结核分枝杆菌特异性抗原刺激T细胞所分泌的γ-干扰素含量。
QFT实验方法简单易懂，它包括以下步骤：●采集血样至QFT血液培养管中●37oC下孵育16～24小时●以ELISA法检测收集的血浆中的γ-干扰素含量●利用QFT专业分析软件，分析和报告检测结果
血样采集
采血量没有达到QFT血液培养管的黑色标识线，这是否重要？
管上的黑色标记线提示收集的血量为1ml。QFT血液培养管的血量在0.8–1.2ml范围内是有效的。如果试管里的血量未接近标识线，建议重新取样。
混匀过程有怎样的重要性？
抗原混匀步骤是为了确保刺激抗原均匀分布，以便白细胞摄取和处理抗原，然后呈递给T细胞，从而引起IFN-γ的分泌。在QFT实验中这是一个非常重要的步骤，混匀不当可造成结果错误。
为确保血液覆盖全管内壁并将管内壁上的抗原溶解，取血样后立即以合适的力度充分振摇试管10次。彻底混匀是将血样与管壁内容物进行有效混合的必要操作。混匀过程可能会产生血液气泡，但这不会对检测性能带来不利影响。操作时应遵照常规的血液处理预防措施。应在17–25oC的环境下采取血样。
运输时血液培养管是否能平放？
可以，血液培养管可平放运输，但须在试管已被振摇后。在放入37oC±1oC的培养箱前，应再次将血液培养管颠倒10次混匀。
37°C孵育前血样应在什么的温度进行运输或存放？
血样应在室温（17～27oC）存放和运输。血样不可冰冻或置于冰块中。
孵育血样/收集血浆
若不是在采血后立即孵育的，在孵育前必须重新颠倒混匀试管10次。采血后超过16小时孵育时，由于细胞衰减（死亡），可能会减少IFN-α的产生量，导致敏感性和准确性下降。
孵育时血液培养管能平放吗？
不能，QFT血液培养管在37oC孵育时必须直立放置。
收集血浆前是否必须离心？
虽然未经离心也可以收集血浆，但推荐将试管离心，以便于收集血浆。另外要注意收集血浆时不要搅动血细胞。
血液培养管从培养箱取出后是不是必须立即离心？
在离心或收集血浆前，QFT血液培养管可在4–27oC存放最多3天。
离心时分离胶没有移动，该怎样处理？
37oC孵育后，在2,000–3,000RCF(g)离心15分钟，血浆会和血细胞分离。分离胶应该移至可分隔血细胞和血浆的位置。如果这种情况没有发生，试管应以更高的转速再次离心。
离心后在收集血浆前，要避免上下反复吸液或其它任何混合血浆的操作。
血浆颜色和通常的有所不同，这是否可以？
从QFT血液培养管分离出的血浆显示比通常情况更红——这是正常现象。要提醒的是，即使无任何红细胞污染，血浆也会呈现从几乎无色到黄色/浅褐色等不同颜色。一些血浆甚至会出现不透明的外观。研究发现这些不同颜色不会影响QFT结果。
我需要在II级生物安全柜内收集血浆吗？
我需要从红细胞层或分离胶上面收集多少血浆？这是否重要？
因为ELISA试验仅需50μl血浆，所以只要收集100μl血浆足以用于检测。如要求比对（复查），200μl血浆是足够的。通常情况下收集到超过300μl血浆是可能的。确定的研究表明IFN-γ是均匀分布在血浆里的，因此收集的血浆量不是关键的。收集到的血浆量会在不同病人间有所差异。QuantiFERON试验也可以通过自动系统直接从血液培养管收集血浆。这种方式可以使收集血浆和ELISA试验的人工操作最少。
注意：无论手工或自动操作，在离心后、收集血浆前，不要上下反复吸取血浆或其他任何方式混合血浆。
我想批量检测从而使QuantiFERON-TBGold试验的成本效率最大化。收集的血浆的稳定性如何？
冷冻保存时血浆样本出现凝块应如何处理？
冷冻血浆融化后可能需要离心以沉淀在冷冻/融化过程中形成的凝块。试剂盒说明书有处理血浆样本凝块的指导概要。我是否要使用微管储存收集的血浆？在这种情况下我能否使用更有成本效率的微孔板？未包被的、低吸附性的微孔板可用于储存收集的血浆，但须覆盖合适的粘性覆盖物以防止血浆蒸发。
IFN-γELISA操作
稳定性问题:
●标准品复溶后的IFN-γ标准品溶液在2–8oC可保存多达3个月（应记录复溶日期）。复溶后的标准品溶液使用之前须在室温(17–27oC)平衡1小时。
●100倍浓缩结合物复溶后，100倍浓缩结合物可在3个月内使用，超过期限要丢弃。实验浓度的结合物（100倍浓缩结合物与绿色稀释液混合）须在配制后6小时内使用。不再使用的100倍浓缩结合物必须立即放回至2–8oC的保存。
●洗涤液实验浓度的洗涤液在室温(17–27oC)条件下可以保存多达2周。
QuantiFERONELISA板从冰箱里取出后能否立刻使用？
不能。打开箔衬袋前，密封的ELISA板应在室温平衡至少1个小时。
是否需要配置自动洗板机？
不需要。虽然我们推荐使用自动洗板机，但也可按照说明书步骤进行手工洗板。
QuantiFERONELISA操作中洗板的重要性如何？
像大多数ELISA实验一样，洗板不充分或不正确是导致QuantiFERONELISA试验失败的一个最常见原因。如遇此类问题，
请参考下列解决措施
数据分析
阴性对照管数值太高是为什么？
大多数情况下，阴性对照管的IFN-γ浓度范围在5IU/ml以下（不过到8IU/ml的值也是可以接受的）。如果阴性对照管的值远高于此，可能是由于技术上的差错。这种情况下，应判断是否需要重测。若要重测，建议将该个体所有血浆样本都重新检测。如果阴性对照管数值仍然很高，且不存在血浆样本污染的可能，那么阴性对照管的结果是有效的。一个良好的习惯是在每次实验后检查所有阴性对照管的值以确保结果符合或接近预期的范围。
病人的结核抗原管数值非常高（可能超出酶标仪的检测限），这是否有问题？
有时候病人的结核抗原管的IFN-γ值可能超出酶标仪的上限，但只要病人的阴性对照管数值不高于8IU/ml，这种情况是不会影响检测结果的判读。
有没有简便的计算和判读QuantiFERON-TBGold检测结果的方法？
试剂盒说明书里有数据分析和检测结果判读的概述性说明。可通过电子表格来计算QuantiFERON结果。或者，可使用www.QuantiFERON.com上的QuantiFERON分析软件来分析实验的原始数据并计算结果。QuantiFERON分析软件可以直接从酶标仪分析软件（或任何电子表格）简单地导入原始数据。
QuantiFERON分析软件功能包括：
●计算标准曲线●标准品重复性和标准曲线的质量控制检查●根据标准曲线计算所有样本的IFN-γ含量(IU/ml)●按照试剂盒说明书的「结果判读」规定报告每个患者的诊断结果●请确保您所使用的QuantiFERON-TBGold软件是所在区域的最新版本
疑难解答
结果与预期值有差异，是什么原因引起的
下表列出了ELISA的常见问题，包括可能的原因及相应的解决办法。
吸光度偏低
标准品复测差异
背景吸光度太高
离心后在吸取血浆之前，要避免上下反复吸液和其它任何混合血浆的操作。始终注意不要触碰分离胶表面的物质。
血浆样本应只用一个移液器来吸取。
血浆样本可直接从离心后的血液培养管加入到ELISA板微孔中，包括使用自动ELISA工作站进行检测时。